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Berichts Deacetylierungsgrad von Chitosan Werte: Der Einfluss der Analyseverfahren. Hung Seng Ch'ng Hunza Labs Ltd. Innovation und Beratungszentrum, University of Science Malaysia, 11800 Penang, Malaysia. 22 empfangen August 2001 Überarbeitete 9. Februar 2002, Accepted 21. August 2002 Abstrakt ZWECK. Zu untersuchen und die Wirkung von drei analytischen Methoden, Bromwasserstoff titrimetrisch (HBr titrimetrisch), Infrarotspektroskopie (IR-Spektroskopie) und eine erste Ableitung der UV-Spektrophotometrie (FDUV-Spektrophotometrie) bei der Bestimmung der Deacetylierungsgrad (DD) von Chitosan vergleichen. METHODEN. Drei verschiedene Chitosan-Proben wurden für die DD Quantifizierung Verwendung HBR titrimetrisch, IR-Spektroskopie mit Proben in Form von KBr-Scheibe (: 2 und 1: bei Verhältnissen von 1 3) ausgewählt und Dünnschicht (Konzentrationen von 0,5 Prozent und 1 Prozent) und FDUV - Spektrophotometrie. ERGEBNISSE . Die mittleren DD Werte von Chitosan-Proben von HBr titrimetrisch erhalten wurde, war signifikant niedriger (p 0,05). Weiterhin getrocknet, um die DD-Werte der gereinigten und ungereinigtes Chitosan-Proben Gefriertrockner unter Verwendung von nicht signifikant verschieden waren mit Ausnahme von Chit-S2. SCHLUSSFOLGERUNG . Die DD-Werte von Chitosan wurden von den analytischen Methoden angewandt hoch betroffen. Daher haben wir vorgeschlagen, dass die Quantifizierungsmethode für DD sollte auch festgestellt werden, wenn die DD-Wert von Chitosan Probe berichten. Einführung Chitosan ist ein natürliches Polysaccharid, die Copolymere von Glucosamin und N Acetylglucosamin und kann durch die partielle Deacetylierung von Chitin erhalten werden, von Krustentierschalen, das zweithäufigste natürliche Polymer nach Cellulose (1, 2). Chitosan wurde in stark unterschiedlichen Bereichen, angefangen von der Abfallwirtschaft zur Lebensmittelverarbeitung, Medizin und Biotechnologie (3) weit verbreitet. Es wird ein interessantes Material in pharmazeutischen Anwendungen (1) aufgrund der biologischen Abbaubarkeit und Biokompatibilität (4) und eine geringe Toxizität (5). Chitosan hat eine breite Anwendbarkeit in konventionellen pharmazeutischen Geräten als potenzielle Formulierung Exzipient (6) gefunden. Die Verwendung von Chitosan in Novel Drug Delivery als mucoadhäsive (7), Peptid (8) und Genabgabe (9), sowie oral Verstärker (10) wurden in der Literatur beschrieben. Chitosan weist unzählige biologische Wirkungen wie hypocholesterinämische, antimikrobielle und Wundheilungseigenschaften (6, 11). Da Chitosan eine neue Substanz ist, ist es wichtig, genaue Standardisierung für die pharmazeutische und biomedizinische Anwendungen wie andere Hilfsstoffe durchzuführen (12). Chitosan kann in Bezug auf seine Qualität, intrinsischen Eigenschaften (Reinheit, Molekulargewicht, Viskosität und Deacetylierungsgrad) und physikalischen Formen (13) charakterisiert werden. Darüber hinaus kann die Qualität und die Eigenschaften von Chitosan Produkt stark variieren, da viele Faktoren in dem Herstellungsprozess die Eigenschaften des Endprodukts beeinflussen können (14). Chitosan ist von einer Reihe von Anbietern in verschiedenen Reinheitsgraden (7) im Handel erhältlich, Molekulargewicht und der Grad der Deacetylierung (15). Es wurde berichtet, dass der Grad der Deacetylierung eines der wichtigeren chemischen Eigenschaften (14), die die Leistung von Chitosan in vielen seiner Anwendungen beeinflussen könnten (16, 17). Zusätzlich wird der Grad der Deacetylierung, das den Gehalt an freien Aminogruppen in den Polysacchariden (14) bestimmt, verwendet werden, um zwischen Chitin und Chitosan zu differenzieren. Zum Beispiel, Chitin mit einem Deacetylierungsgrad von 75% oder darüber im allgemeinen als Chitosan bekannt ist (18). Der Prozess der Deacetylierung beinhaltet die Entfernung der Acetylgruppen aus der Molekülkette von Chitin, hinter einer vollständigen Aminogruppe verlassen (-NH 2) und Chitosan Vielseitigkeit hängt hauptsächlich von dieser hohen chemischen reaktiven Aminogruppen. Es gibt Verfahren zur Verfügung zu erhöhen oder um den Grad der Deacetylierung verringern. Zum Beispiel erhöhen entweder der Temperatur oder der Stärke der Natriumhydroxidlösung kann die Entfernung der Acetylgruppen aus Chitin, was in einem Bereich von Chitosan-Moleküle mit unterschiedlichen Eigenschaften zu verbessern und damit die Anwendungen (17, 19). Da der Grad der Deacetylierung hauptsächlich für das Verfahren der Reinigung und Reaktionsbedingungen abhing (17, 18) ist es daher wesentlich, Chitosan zu charakterisieren durch sein Deacetylierungsgrad vor seiner Verwendung in der Entwicklungsphase von Arzneimittelabgabesystemen zu bestimmen. Verschiedene Verfahren wurden für die Bestimmung des Grades der Deacetylierung von Chitosan berichtet. Diese Methoden enthalten Ninhydrintest (20), linear potentiometrische Titration (21), Nahinfrarotspektroskopie (22), kernmagnetische Resonanzspektroskopie (23), Bromwasserstoff titrimetrisch (17, 24), Infrarotspektroskopie (24-26), und erste Ableitung der UV-Spektrophotometrie (27, 28). Einige der Verfahren sind entweder zu aufwendig, teuer für Routineanalyse (Kernresonanzspektroskopie) oder zerstörerisch für die Probe (Ninhydrin-Test). Darüber hinaus begrenzen viele den Bereich der Deacetylierungsgrad, auf die sie anwendbar sind (24). In letzter Zeit wurde die erste Ableitung der UV-Spektrophotometrie für den Grad der Deacetylierung Bestimmung befürwortete (27, 28). Aus der Literatur erschienen die DD-Werte von Chitosan mit den analytischen Verfahren verwendet sehr zugeordnet werden. Eine umfassende Studie drei häufigsten verwendeten analytischen Methoden, erste Ableitung der UV-Spektrophotometrie (FDUV-Spektrophotometrie), Bromwasserstoff titrimetrisch (HBr) und Infrarotspektroskopie (IR) bei der Bestimmung von Chitosan Deacetylierungsgrad zu untersuchen noch nicht berichtet worden. Daher war es das Ziel der vorliegenden Studie den Einfluss der analytischen Methoden auf Chitosan Deacetylierungsgrad (DD) Wert zu untersuchen. Materialen und Methoden Materialien Drei kommerziell erhältlichen Chitosan-Proben wurden verwendet. Zwei Chitosan-Proben, Chit-S1, Lot # 83H0036, praktische Note aus Krabbenschalen und Chit-S2, Lot # 116H1465, aus Krabbenschalen, mindestens 85% deacetyliertes, gekauft wurden von Sigma Chemical, St. Louis, USA, während ein anderes Chitosan Probe, Chit-F, Code # 22743 mit hohem Molekulargewicht wurde von Fluka Biochemica, Buchs, Schweiz erhalten. Eisessig, Bromwasserstoffsäure (47-50%) und Natriumtetraborat wurden von Sigma Chemical, St. Louis, USA erworben. D-Glucosamin-Hydrochlorid und N-Acetylglucosamin wurden von Fluka, Buchs, Schweiz gekauft. Natriumhydroxid wurde von RM chemischen, Essex, UK Ammoniaklösung 33% von Mai und Baker, England erhalten wurde gekauft. Methanol GR wurde von Merck, Darmstadt, Deutschland erworben haben. Alle anderen Reagenzien und Lösungsmittel waren analysenreaktionsfähig. Die Materialien wurden wie erhalten verwendet. Bromwasserstoff Titrimetrische Analyse Das vorgeschlagene Verfahren von Sabnis und-Block (29) wurde nach einer leichten Modifikation verwendet. 0,5 g Chitosan in 100 ml frisch hergestelltem 0,2 M Bromwasserstoffsäure gelöst. Konzentrierte 9M Bromwasserstoffsäure (50 ml) wurde dann unter kräftigem Rühren zu der Chitosan-Lösung zugegeben, um das Hydrobromid-Salz auszufällen. Die sich ergebende Aufschlämmung wurde 30 min bei 2000 rpm zentrifugiert und der Überstand wurde verworfen. Das Chitosan Hydrobromidsalz wurde dann abfiltriert und mehrmals mit einem Gemisch aus Methanol und Diethylether (1: 1, v / v), bis das Filtrat auf Lackmus neutral war. Restfeuchte in dem Chitosan Hydrobromidsalz wurde durch Rühren für 6 Stunden in wasserfreiem Diethylether entfernt. Nach der letzten Filtration wurde der Niederschlag für 12 Stunden in einem Vakuumexsikkator getrocknet um einen weißen Chitosan Hydrobromidsalz erhalten wurde. Eine genau gewogen (etwa 0,2 g) Chitosan Hydrobromid-Salz wurde in 100 ml destilliertem Wasser gelöst. unter Verwendung von Phenolphthalein als Indikator die resultierende Lösung (20 ml) wurde gegen eine standardisierte 0,1 M Natriumhydroxid-Lösung titriert. Die Mol neutralisierte Alkali entsprach den Molen Bromwasserstoffsäure vorhanden, die auf die Mol Glucosamin-Einheiten von Chitosan zunächst in der Lösung entsprach, wodurch die Berechnung des Deacetylierungsgrad von Chitosan Proben erleichtert wird. Infrarot-Spektroskopie-Analyse Chitosan Proben hergestellt in Form von Kaliumbromid (KBr) Scheibe und Folie wurden untersucht. Die KBr-Scheibe wurde mit geringen Modifikationen nach der Methode von Sabnis und Sperren (29) hergestellt. Etwa 40-60 mg Chitosan-Pulver und 120 mg KBr wurde gemischt und mit Achat-Mörser und Stößel für 10 min verrieben. Etwa 40 mg der Mischung wurden für 60 s unter Verwendung eines IR hydraulischen Presse bei einem Druck von 8 Tonnen verdichtet. Die Scheibe wurde in einem Exsikkator in einem Ofen bei 80C für 16 Stunden vor der Analyse platziert konditioniert. Die Chitosan-Filme wurden nach dem Verfahren von Baxter et al erwähnt, hergestellt. (17) mit leichten Modifikationen. Chitosan-Filme wurden durch Essigsäure-Lösungen in 1% 0,5 und 1,0% w / v Chitosan Gießen hergestellt, gefolgt von 16 Stunden vor dem Scannen bei 60 ° C in einem Ofen getrocknet wird. Die Spektren von Chitosan-Proben (in Form von KBr-Scheibe und Film) wurden unter Verwendung eines I. R. erhalten Instrument (MB-100, Bomem Hartmann Braun, Quebec, Kanada) mit einem Frequenzbereich von 4000 bis 400 cm -1. Der Deacetylierungsgrad (DD) der Chitosan-Proben wurde unter Verwendung von zwei unterschiedlichen Basislinien berechnet wird, der Basislinie (a), die durch Domszy und Roberts (24) und der Basislinie (b) von Baxter et al vorgeschlagen wurde. (17). Die Berechnungsgleichungen für die beiden Grundlinien sind unten angegeben: wobei A 1655 und A 3450 die Extinktion bei 1655 cm -1 des Amid-I-Band als Maß für die N-Acetyl-Gruppen-Gehalt und 3450 cm -1 des Hydroxylbande als interner Standard wurden für die Filmdicke zu korrigieren oder Unterschiede in der Chitosan-Konzentration Pulverform. Der Faktor 1,33 ` 'bezeichnet den Wert des Verhältnisses von A 1655 / A 3450 für vollständig N-acetyliertem Chitosan. Es wurde angenommen, daß der Wert dieses Verhältnisses Null für vollständig deacetyliertes Chitosan war und es eine geradlinige Beziehung zwischen der N-Acetyl-Gruppen-Gehalt und die Absorption des Amid-I-Band (24). Die Basislinie (b) vorgeschlagen von Baxter et al. (17) wurde aus dem Verfahren durch Domszy und Roberts (24) berichtet, modifiziert. Die Amid - und Hydroxylgruppen Bänder Extinktionen kann durch die einfache mathematische Ausdrücke dargestellt werden, wie durch Sabnis und Sperren (29) vorgeschlagen. wo DF 1 (für die Basislinie `a ') oder DF 2 (für die Basislinie' b '), DE, AC und AB dargestellt, die absoluten Höhen der Absorptionsbanden der funktionellen Gruppen an ihren jeweiligen Wellenlängen. Das Absorptionsverhältnis wurde wie folgt berechnet: Absorptions-Verhältnis = (A 1655) amid / (A 3450) Hydroxyl Erste Ableitung UV-spektrophotometrische Analyse Das Verfahren von Tan et al. (28) wurde nach einigen Modifikationen verwendet. Eine Reihe von N Acetylglucosamin Standardlösungen von 0,005 bis 0,050 mg / ml in 0,01 M Essigsäure-Lösung wurden hergestellt und ihre erste Ableitung Spektren aufgezeichnet. Die erste Ableitungsspektren von Essigsäure-Lösungen bei Konzentrationen von 0,01, 0,02 und 0,03 M wurde im Bereich von 250-190 nm unter Verwendung eines UV-VIS-Spektrophotometer (Shimadzu 2100, Japan) erhalten. Der Nulldurchgangspunkt (ZCP) wurde durch Überlagerung der Spektren dieser Lösungen bestimmt. Der vertikale Abstand von ZCP zu jedem N Acetylglucosamin Lösungsspektrum, `H 'wurde gemessen. Eine lineare Kalibrierungskurve wurde durch Auftragen der Werte H gegen die entsprechende N Acetylglucosamin Konzentration erhalten. Da die Anwesenheit von Glucosamin zu einer größeren `H 'Wert für N Acetylglucosamin geben könnte, wurde eine Referenzkurve für die Korrektur dieses Effektes (27) ausgebildet ist. 0,1 mg N-Acetylglucosamin (GlcNAc) pro ml 0,01 M Essigsäure-Lösung wurde hergestellt. Auf der anderen Seite, N-Acetylglucosamin (% w / w) von unterschiedlichen Konzentrationen durch Mischung verschiedener Verhältnisse von D-Glucosamin (GlcN) und GlcNAc-Lösungen hergestellt. Die Spitzenhöhe (H-Wert in mm) der reinen GlcNAc-Lösung (H 1) und die Lösungen der verschiedenen Prozentsätze von GlcNAc (H 2) von der Nulldurchgangspunkt gemessen. Korrekturfaktoren können von der Referenzkurve abgeleitet werden, die durch Auftragen der H 1 / (1 + H H 2) im Vergleich zu den entsprechenden N-Acetylglucosamin-Konzentrationen (% w / w) erhalten. Vor der Analyse wurden die Proben Chitosan in zwei Abschnitte unterteilt. Ein Teil wurde wie erhalten (ungereinigtes) analysiert, während der andere Teil weiter gereinigt wurde mit der Methode von Tan et al. (28). Die Chitosan-Proben wurden weiter in zwei Teile unterteilt; ein Teil getrocknet für 24 Stunden einen Ofen bei 80 ° C unter Verwendung, während der andere für 24-Stunden-Gefriertrockner verwendet wird. Etwa 0,01 g von Chitosan-Proben wurden in 10 ml 0,01 M Essigsäurelösung verdünnt und auf 100 ml mit destilliertem Wasser gelöst. Die erste Ableitung Spektrum der Probe wurde aufgezeichnet. Der vertikale Abstand H-Werte (mm), wurde aus ZCP und der Beitrag gemessen aufgrund jedes N Acetylglucosamin wurde aus der Eichkurve erhalten. Die DD% der unbekannten Chitosan-Proben wurde unter Verwendung der folgenden Gleichung bestimmt: DD = 100 - [A / (W-204A) / 161+ A] X 100 wobei `A 'die Menge an N-Acetylglucosamin bestimmt ist / 204 und' W 'ist die Masse des Chitosans verwendet. Statistische Analyse Die Ergebnisse wurden als Mittelwert 0,05 dargestellt), ein Tukey-HSD-Test wurde dann durchgeführt. Auf der anderen Seite erhalten die DD-Werte zwei verschiedenen Basislinien IR-spektroskopische Analyse unter Verwendung wurden verglichen mit unabhängigen t-Test Probe-Studenten. ERGEBNISSE Die DD-Werte unter Verwendung verschiedener Analyseverfahren für die drei Chitosan Proben berechnet (Figuren 1A, 1B und 1C) waren signifikant unterschiedlich (p 0,05) für alle drei Chitosan-Proben, was anzeigt, daß die DD-Werte von der Art der analytischen Verfahren in hohem Maße abhängig sind beschäftigt. Die DD-Werte festgestellt wurden die höchsten sein, wenn berechnet FDUV-Spektrophotometrie, gefolgt von IR-Spektroskopie unter Verwendung von Film, HBr titrimetrisch und schließlich die IR-Spektroskopie mit KBr-Scheibe. 1A: Deacetylierungsgrad von Chitosan Probe (Chit-S1) durch Wasserstoff BromideTitrimetry, Infrarotspektroskopie und erste Ableitung UV-Spektrophotometrie gemessen. Mittlere SD, N = 3. 1B: Deacetylierungsgrad von Chitosan Probe (Chit-S2), gemessen durch Bromwasserstoff Titrimetrie, Infrarotspektroskopie und erste Ableitung UV-Spektrophotometrie. Mittlere SD, N = 3. 1C: Deacetylierungsgrad von Chitosan Probe (Chit-F), gemessen durch Bromwasserstoff Titrimetrie, Infrarotspektroskopie und erste Ableitung UV-Spektrophotometrie. Mittlere SD, N = 3. Die mittleren DD Werte von Chitosan-Proben von HBr titrimetrisch erhalten wurde, war signifikant niedriger (p 0,05). Im IR-spektroskopische Verfahren wurden zwei verschiedene Basislinien die DD-Werte von Chitosan Proben zu analysieren eingesetzt, die in zwei verschiedenen physikalischen Formen hergestellt. Die IR-Spektren mit den entsprechenden Basislinien sind in Abbildung 2 dargestellt. Abbildung 2: I. R. Spektrum von Chitosan, die beiden Basislinien ( 'a' und 'b') zur Berechnung der Amid I Band Extinktion für das Verhältnis A 1655 / A 3450 zeigt. Für Chitosan-Proben in Form von Platten KBr hergestellt, bei Verhältnissen von 1: 2 und 1: 3, die DD-Werte von Chit-S1, Chit-S2 und Chit-F, zwischen den beiden verschiedenen Grundlinien waren signifikant unterschiedlich (p 0,05 zwischen dem Ausgangswert) (a) und (b) bei beiden Konzentrationen für Chit-S1 und bei 0,5% für Chit-S2, aber nicht um 1% für Chit-S2 und bei beiden Konzentrationen für Chit-F. Chitosan-Proben in Form von Film, hergestellt unter Umständen nicht wesentlich durch die verschiedenen Basis betroffen, da keine einheitliche Tendenz zu beobachten war. Vom Tukey-HSD-Test, die mittleren DD Werte KBr bei Verhältnis 1: 2, KBr bei Verhältnis 1: 3, Folie bei 0,5% und Film bei 1% unter Verwendung von Baseline berechnet (a), wurden mit der Ausnahme signifikant verschieden erwiesen zwischen KBr bei Verhältnis 1: 2 und KBr bei Verhältnis 1: 3 für Chit-F (p 0,05). Figur 3 zeigt die erste Ableitung Spektren von Essigsäurelösungen (0,01, 0,02 und 0,03 M), N-Acetylglucosamin-Standards (0,005 bis 0,050 mg / ml) und Chitosan-Proben. Abbildung 3: Erste Ableitung der UV-Spektren von verschiedenen Standardlösungen von N-Acetylglucosamin (a = 0,005, b = 0,01, c = 0,02, d = 0,03, e = 0,04 und f = 0,05 mg / ml in 0,01 M Essigsäure) , Probe von Chitosan (S) und Nulldurchgangspunkt (ZCP). Wenn der erste Ableitungsspektren von drei verschiedenen Konzentrationen der Essigsäurelösungen gegen Wasser aufgenommen wurden, wurde festgestellt, dass die gesamte Essigsäure Spektren einen gemeinsamen Punkt bei einer Wellenlänge von etwa 202 nm geteilt, der als Nulldurchgangspunkt bezeichnet wurde (28). Überlagerung dieser drei Spektren erlaubt die genaue Individualisierung des Nulldurchgangspunkt (ZCP) der Säure bei 202 nm. Die ZCP entsprach der N-Acetylglucosamin-Maximum auf der Wellenlängenachse, und das macht die N-Acetylglucosamin Bestimmung unabhängig von der Essigsäurekonzentrationsbereich üblicherweise mit verdünnter Chitosanlösungen auftreten (31). Der Korrelationskoeffizient (r 2) zwischen `H 'Werten und Konzentrationen von N-Acetylglucosamin (GlcNAc) wurde 0,998 berechnet werden. Die erste Ableitung Spektren unbekannter Proben Chitosan (S in Figur 3) wurden aufgezeichnet. Die 'H' (mm) Werte von ZCP wurden gemessen, und der Beitrag aufgrund GlcNAc wurde aus der Eichkurve erhalten. Die experimentellen Daten zeigten, dass die Anwesenheit von Glucosamin (GlcN) könnten eine größere `H 'Werte für N-Acetylglucosamin-Lösungen bieten, als erwartet. Muzzarelli und Rochetti (27) berichtet, dass die Anwesenheit von GIcN auf den `H 'Wert beigetragen, wenn der GlcNAc-Gehalt von weniger als 10% betrug. Auf der anderen Seite erzeugt die Ergebnisse von Tan et al. (28) zeigten, dass diese Wirkung weit verbreitet war, als der GlcNAc 20% betrug. In Anbetracht dieser Unterschiede wurde eine Referenzkurve in der vorliegenden Studie konstruiert, wie in Abbildung 4 dargestellt Es wurde festgestellt, dass der Beitrag von Glucosamin zu der `H" - Wert war prominent, selbst wenn der GlcNAc Gehalt bei 30% lag. Abbildung 4: Korrekturkurve für die Bestimmung von N-Acetylglucosamin. DISKUSSIONEN Die Variation in den Werten der DD unter den drei Proben Chitosan in der Studie verwendet wurde, als deren Herstellungsprozeß erwartet und den Zustand von einem zum anderen unterschiedlich. Die Abhängigkeit der DD von der Quelle und Reinigungsverfahren wurde in der Literatur beschrieben (17, 18) berichtet worden. Andere Forschungsgruppen berichteten auch die Abhängigkeit der DD-Werte von der Art der verwendeten Analyseverfahren (17, 27). Die unterschiedlichen Werte der DD für die gleiche Charge von Chitosan zu unterschiedlichen Probenvorbereitung zugeschrieben werden konnte, Versuchsbedingungen sowie die Art des Instruments verwendet und seine Empfindlichkeit (29, 32). Das HBr titrimetrische Methode hat den Vorteil, dass es die protonierte Amingruppen direkt gemessen. Weiterhin gab es kein Problem der fehlenden Zugänglichkeit der Amingruppen während der Protonierung Schritt wie das Salz durch Ausfällen aus der Lösung unter Verwendung von Säure (24) gebildet wurde. Da die chemische Grundlage dieses Verfahrens bei der Reaktion mit der Amingruppe basiert, blieb die Anwesenheit von Protein-Kontaminanten in der Probe während des Extraktionsprozesses die Ergebnisse nachteilig beeinträchtigen könnten. Während der Gewinnung von Chitosan HBr-Salz wurde das Filtrat mehrmals mit einem Gemisch aus Methanol und Diethylether, bis sie neutral gegenüber Lackmus gewaschen. Die Verwendung von Lackmuspapier konnte nicht zeigen genau den tatsächlichen neutralen pH-Wert, auf eine falsche Reflexion einer vollständigen Entfernung von HBr führt. Als Ergebnis könnte das Chitosan HBr Salz nicht vollständig von HBr frei sein, was letztlich die DD-Werte von Chitosan beeinflussen würde. Darüber hinaus könnte die Verwendung von Phenolphthalein als Indikator des Endpunkts in der Titration der Aminogruppe auch in unteren DD-Werte haben. IR-spektroskopische Verfahren, die ursprünglich von Moore und Roberts (25) vorgeschlagen wurde, wird für die Schätzung von Chitosan DD-Werte verwendet. Es hat eine Reihe von Vorteilen, da es relativ schnell ist und die Auflösung des Chitosans Probe nicht in einem wässrigen Lösungsmittel (17, 29) erforderlich ist. Nichtsdestoweniger ist die IR-Spektroskopie im Wesentlichen ein Festkörper-Verfahren unter Verwendung Basislinie für DD-Berechnung. Beschäftigung von verschiedenen Basis würde unweigerlich zu Schwankungen in den DD-Werte (17, 26) tragen. Des Weiteren Probenvorbereitung, Art des Instruments verwendet und Bedingungen für die Probenanalyse beeinflussen können (26, 29). Zusätzlich kann es möglich sein Argument für A3450 Absorptionsbande als interner Standard Wahl als Fehler aufgrund der Wirkung des adsorbierten Wassers auf der Intensität des Hydroxylbande entstehen können (24). Chitosan ist hygroskopisch in der Natur, und es wurde berichtet, dass die Fähigkeit der Feuchtigkeitsaufnahme von Chitosan mit einer Zunahme der Deacetylierung verringert (32). Dies legt nahe, daß die Proben höherer DD mit absorbieren kann weniger Feuchtigkeit als die mit niedrigeren DD. Außerdem können experimentelle Fehler beim Wiegen der Proben auftreten. Als solches ist es wichtig, dass die Proben unter Beobachtung vollständig trocken sein sollten (32). In der vorliegenden Studie wurde dies durch Konditionierung der Chitosan-Proben in einem Exsikkator in einem Umluftofen bei 80 ° C für 16 Stunden platziert umgangen. Im Falle von Filmen, wurde es 3-4 mal mit methanolischem Ammoniak deprotoniert, gefolgt von Waschen mit destilliertem Wasser und schließlich mit Methanol gewaschen. Der Deprotonierungsverfahren wurde erwartet, vollständig zu sein, da dies negative Auswirkungen auf die DD-Werte beeinflussen könnten. Somit kann gefolgert werden, dass verschiedene physikalische Formen zu unterschiedlichen DD Werte auf. Im FDUV-spektrophotometrische Verfahren, Vergleiche Tukey-HSD-Test zeigte, dass die DD-Werte des gereinigten Chit-S2 Proben waren vergleichbar und nicht signifikant unterschiedlich (p 0,05). Weiterhin getrocknet, um die DD-Werte der gereinigten und ungereinigtes Chitosan-Proben Gefriertrockner unter Verwendung von nicht signifikant verschieden waren mit Ausnahme von Chit-S2. Daher kann vorgeschlagen werden, dass die Chitosan-Proben in der vorliegenden Studie verwendet hoher Reinheit sein könnte und daher nicht Reinigung erfordern. Die FDUV-spektrophotometrische Methode erfordert nur eine geringe Menge an Probe und beruht auf einfachen Reagenzien und kann durch übliche Labor Spektrophotometer analysiert werden. Es ermöglicht eine einfache, bequeme, zeitsparende und ist empfindlich genug, um die Konzentration von GlcNAc so günstig wie 0,0005 mg / ml zu erfassen. in 0,01 M Essigsäure. Die erhaltenen Ergebnisse sind durchaus sinnvoll mit weniger Störungen von Proteinverunreinigungen, die für den Test von N-Acetylglucosamin-Reste in Chitosan eine gute Präzision und Genauigkeit bietet. Die Verwendung von Wasser als Referenz blank vermeidet Lichtabsorption in dem optischen System so ein besseres Signal-Rausch-Verhältnis ermöglicht. Auf der anderen Seite, der Rückschlag FDUV-spektrophotometrische Methode zur Bestimmung von DD von Chitosan zu verwenden war, dass die Ergebnisse, die vor allem auf H-Werte (mm) abhing wurden manuell erhalten, die roh sein schien und hing stark von Operator. FAZIT Daraus kann geschlossen werden, dass die DD-Werte wurden stark von den analytischen Methoden betroffen eingesetzt. Daher haben wir vorgeschlagen, dass die Analysemethode zur Quantifizierung der DD-Werte verwendet wird, sollte festgestellt werden, wenn DD Werte von Chitosan Produkte berichten. Referenzen Illum. L. Chitosan und seine Verwendung als einen pharmazeutischen Träger. Pharm Res. 15: 1326-1331, 1998. Nunthanid, J. Puttipipatkhachorn, S. Yamamoto, K. und Peck, G. E. Physikalische Eigenschaften und molekulare Verhalten von Chitosanfilme. Drug Dev Ind Pharm. 27 (2): 143-157, 2001. Savant, V. und Torres J. A. Amerikanische Chitoscience Gesellschaft 1: 1-4, 1995. Borchard, G und H. E. Junginger Moderne Drug-Delivery-Anwendungen von Chitosan. Adv Drug Del Rev. 52 (2): 103, 2001. Karlsen, J. und Skaugrud, O. Sonstige Bestandteile Eigenschaften von Chitosan. Manuf Chem. 62: 18-19, 1991. Singla, A. K. und Chawla, M. Chitosan: einige pharmazeutische und biologische Aspekte-ein Update. J Pharm Pharmacol. 53 (8): 1047-1067, 2001. Lehr, C. M. Bouwstra, J. A. Schacht, E. H. und Junginger, H. E. In-vitro-Bewertung von mucoadhäsiven Eigenschaften von Chitosan und einige andere natürliche Polymere. Int J Pharm. 78: 43-48, 1992. Bernkop-Schnürch, A. und Kast, C. E. Chemisch Chitosanen als Enzyminhibitoren modifiziert. Adv Drug Del Rev. 52 (2): 127-137, 2001. Borchard G. Chitosane für Genübertragung. Adv Drug Del Rev. 52 (2): 145-150, 2001. Thanou, M. Verhoef, J. C. und Junginger, H. E. Orales Medikament Resorptionsverstärkung durch Chitosan und seine Derivate. Adv Drug Del Rev. 52 (2): 117-126, 2001. Ueno, H. Mori, T. und Fujinaga, T. topische Formulierungen und Wundheilungsanwendungen von Chitosan. Adv Drug Del Rev. 52 (2): 105-115, 2001. Knapczyk, J. Krowczynski, L. Krzek, J. Brzeski, M. Murnberg, E. Schenk, D. und Struszczyk, H. Anforderung von Chitosan für die pharmazeutische und biomedizinische Anwendung, in Skjak-Braek, G. Anthonsen, T. und Sanford, P. (eds), Chitin und Chitosan-Quellen, Chemie, Biochemie, Physikalische Eigenschaften und Anwendungen, Elsevier, London, S. 657- 663, 1989. Sanford, p. a. Chitosan: kommerzielle Anwendungen und Einsatzmöglichkeiten, in Skjak-Braek, G. Anthonsen, T. und Sanford, P. (eds), Chitin und Chitosan-Quellen, Chemie, Biochemie, Physikalische Eigenschaften und Anwendungen, Elsevier, London, S. 51- 70, 1989. Li, Q. Dunn, E. T. Grand E. W. und Goosen, M. F.A. Anwendungen und Eigenschaften von Chitosan. J Bioact Compat Polym. 7: 370-397, 1992. Genta, I. Perugini, P. und Pavanetto, F. Verschiedene Molekulargewicht Chitosan-Mikrokügelchen: Einfluss auf die Arzneimittelbeladung und Wirkstofffreisetzung. Drug Dev Ind Pharmacy. 24: 779-784, 1998. Muzzarelli, R. A.A, Chitin, Pergamon Press, Oxford, 1977. Baxter, A. Dillon. M. Taylor. K. D.A. und Roberts. G. A.F. Verbessertes Verfahren zur I. R. Bestimmung des Grades der N - acetylation von Chitosan. Intl J Biol Macromol. 14: 166-169, 1992. Li, J. Revol, J. F. und Marchessault, R. H. Effect of Deacetylierungsgrad von Chitin auf die Eigenschaften von Chitin Kristallite. . J Appl Polym Sci, 65 (2): 373-380, 1997. Mima, S. Miya, M. Iwamoto, R. und Yoshikawa, S. Stark Deacetyliertes Chitosan und seine Eigenschaften. J Appl Polym Sci. 28 (6): 1909-1917, 1983. Curotto, E. und Aros, F. Quantitative Bestimmung von Chitosan und der Anteil an freien Aminogruppen. Anal Biochem. 211: 240-241, 1993. Ke, H. und Chen, Q. Potentiometrische Titration von Chitosan durch lineare Methode. Huaxue Tongbao. 10: 44-46, 1990. Rathke, T. D. und Hudson, S. M. Bestimmung des Grades von N - Deacetylation in Chitin und Chitosan sowie deren Monomer Zucker Ratios durch Nahinfrarotspektroskopie. J Polym Sci: Teil A: Polym Chem. 31: 749-753, 1993. Hiral, A. Odani, A. and Nakajima, A. Bestimmung der Deacetylierungsgrad von Chitosan durch 1H-NMR-Spektroskopie. Polym Bull. 26: 87-94, 1991. Domszy, J. G. und Roberts, G. A.F. Auswertung von Infrarot-Spektroskopie-Techniken für Chitosan zu analysieren. . Makromol Chem, 186: 1671-1677, 1985. Moore, G. K. und Roberts, G. A.F. in Muzzarelli, R. A.A. und Pariser, E. R. (Hrsg), Proceedings der ersten Internationalen Konferenz über Chitin / Chitosan. MIT Sea Grant Bericht 78-7, S. 421, 1978. Sannan, T. Kurita, K. Ogura, K. und Iwakura, Y. Studien über Chitin: 7. I. R. spektroskopischen Bestimmung von Deacetylierungsgrad. Polym. 19: 458-459, 1978. Muzzarelli, R. A.A. und Rocchetti, R. Bestimmung der Grad der Acetylierung von Chitosane von First Derivative UV-Spektrophotometrie. Carbohydr Polym. 5: 461-472, 1985. Tan, S. C. Khor, E. Tan, T. K. und Wong, S. M. Der Deacetylierungsgrad von Chitosan: die erste Ableitung der UV-Spektrophotometrie Bestimmungsmethode befürworten. Talanta, 45: 713-719, 1998. Sabnis, S. and Block, L. H. Improved infrarotspektroskopische Verfahren zur Analyse des Grades der N - deacetylation von Chitosan. Polym Bull. 39: 67-71, 1997. British Pharmacopoeia. Britische Arzneibuch-Kommission ihrer Majestät Stationery Office, Norwich, London. Vol. II Anlage V F. A 144, 1999. Muzzarelli, R. A.A. Rochetti, R. Stanic, V. und Weckx, M. Verfahren zur Bestimmung des Grades an Acetylierung von Chitin und Chitosan, in Muzzarelli, R. A.A. und Peter, M. G. (Eds), Chitin Handbook, European Chitin Gesellschaft, Ancona, Italien, S. 109-119, 1997. Blair. H. S. Guthrie, J. Law, T. K. und Turkington, P. Chitosan und modifizierte Chitosanmembranen I. Herstellung und Charakterisierung. J Appl Polym Sci. 33: 641-656, 1987. Tabelle 1: Liste der Abkürzungen für DD Analyseverfahren in den 1A, 1B und 1C verwendet.

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